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非洲猪瘟病毒荧光PCR检测假阳性的原因与预防措施


现代畜牧网 http://www.cvonet.com 2020/3/6 15:16:54 关注:616 评论: 我要投稿

  非洲猪瘟病毒(African swine fever virus,ASFV)荧光PCR检测是防控非洲猪瘟(ASF)的关键环节。江苏省动物疫病预防控制中心对两家具备ASF检测资质的实验室,进行了阳性样品复核,发现检测结果存在假阳性。为避免实验室检测中出现检测失误,本文分析了导致ASFV检测假阳性结果的原因:实验室检测功能区域设置以及人员、物品流向不合理;检测人员操作不规范、不熟练,未在独立的生物安全柜中进行样品提取与试剂配制;实验室通风不良、清洁消毒不彻底,样品或提取模板间产生交叉污染,PCR试剂、产物、阳性质粒发生污染。为此,从实验室结构、环境、操作等方面提出控制建议:严格实验室功能分区与管理,规范各种试验操作与流程,加强实验室通风和消毒,控制试验中产生PCR污染的相关因素;同时省级实验室要加强对基层实验室的培训、指导和监督,使其在ASF防控中发挥应有的关键作用。本文为从事ASF等重大动物疫病PCR检测的实验室,在提高检测结果准确性和可靠性方面提供了参考。
  非洲猪瘟(African swine fever,ASF)是由非洲猪瘟病毒(ASFV)引起猪的一种急性、热性、高度传染性疾病。该病病程短,死亡率高,对养猪业危害甚大,为世界动物卫生组织(OIE)规定须通报动物疫病,也是我国重点防控的一类动物疫病。2018年我国在辽宁省首次报告发现ASF疫情,随后其扩散蔓延到全国其他地区,给我国养猪业带来了极大经济损失。由于ASF的临床症状和病理变化很难与猪瘟等其他疫病区分,并且目前没有有效疫苗可用,因此快速准确的实验室诊断具有重要意义。经典的血吸附试验、病毒分离鉴定等检测诊断方法,对生物安全设施条件要求较高,在试验特异性以及检测时间等方面也有所限制。相比之下,荧光PCR具有较高的敏感性和特异性,可同时快速检测高通量样品,被广泛应用于ASF诊断和检测。
  目前,我国将荧光PCR作为ASFV实验室检测的主要方法,并且由农业农村部以及各省级兽医主管部门通过比对试验等考核方式,授权具备相应资质的兽医实验室开展ASFV实验室检测工作。江苏省动物疫病预防控制中心(以下简称疫控中心)作为农业农村部首批授权检测ASFV的兽医实验室,按照农业农村部统一要求,开展ASF确诊工作,并且组织省、市、县及第三方检测机构开展了ASF实验室检测比对,以及授权通过比对的实验室开展有关ASF检测工作。
  江苏省疫控中心对两家具备ASF检测资质的兽医实验室的28份荧光PCR 核酸阳性样品进行了复核,发现全为阴性。由此可见,尽管这两家兽医实验室都经过兽医主管部门组织的ASFV检测技术培训,并且通过了ASFV检测比对试验,获得了检测资质,但在实际检测中,仍不能完全保证检测结果的可靠性。
  本文结合走访调查及实验室工作经验,就导致ASFV检测假阳性结果的原因进行了系统分析并提出了相应的预防措施,以期为更多从事ASF等重大动物疫病检测工作的实验室及技术人员提供参考。
  主要原因
  检测功能区域设置不合理
  检测实验室没有严格按照PCR实验室设计要求,设置相对隔离的4个工作区域。有的实验室尽管分成了4个工作区间,但存在套间现象,比如4个工作区间的门通向同一个准备室,并不真正独立,没有形成有效隔离,并且普遍存在PCR检测区域与外部公共空间没有设置缓冲间的问题,导致PCR实验室与公共走廊没有形成有效隔离。
  人员流向、物品流向不合理
  根据PCR实验室建设要求,核酸提取区与核酸扩增区之间不应设置传递窗,以阻止扩增室中经过扩增的高浓度核酸片段以气溶胶等形式,经过传递窗回流到核酸提取区,造成污染。另外,有些检测人员没有严格按照“样品准备区→核酸提取区→核酸扩增区”的顺序定向移动,往往穿着同一套工作服从核酸扩增区又回到核酸提取区,造成人为核酸污染。
  样品提取与试剂配制未在独立的生物安全柜中进行按照PCR试验要求,试剂配制区应设有独立的实验室,如果不具备条件,也应该在样品提取区设置独立的生物安全柜,在生物安全柜中配制扩增反应体系。但有些检测人员往往忽视这一要求,在核酸扩增区配制扩增反应体系,配制结束后,PCR管盖不牢或者使用劣质的PCR管,导致扩增产物形成高浓度核酸气溶胶,造成扩增反应体系污染。
  检测人员操作不规范、不熟练
  不管是样品核酸提取环节,还是扩增体系配制环节,如果试验操作不规范,比如移液器操作不当,容易使移液器与不同试剂和样品之间发生交叉污染,而造成检测结果错误。
  试验结束后清洁消毒不彻底
  每次试验结束后,未对试验台、仪器设备等进行有效清洁与消毒,导致这些仪器设备表面残留的核酸片段,给下次试验造成潜在污染隐患。
  实验室通风设备运转不良
  有的实验室尽管设置了通风设备,但由于各种原因不能正常运转,造成实验室空气长期不流通,室内空气中累积大量含核酸片段的气溶胶,从而造成试验污染。
  样品或提取模板间交叉污染
  样品或模板放置时,由于密封不严而溢于容器外,造成不同样品或不同模板间产生交叉污染。
  PCR试剂、产物、阳性质粒污染
  试剂。PCR扩增体系配制过程中,未更换移液器枪头、试剂盖未倒置放置、混合用EP管未进行去酶处理、使用普通水稀释引物等均会造成试剂被样品核酸污染。
  产物。PCR扩增产物拷贝量大,扩增后的PCR管开盖等动作容易产生气溶胶,极微量的PCR产物,就可能造成试验污染。
  阳性质粒。ASFV荧光PCR检测试剂盒多使用克隆质粒作为阳性对照,而质粒在单位容积内浓度很高,如有操作不当,极易造成污染。
  预防措施
  实验室严格分区
  从事分子生物学检测与普通的血凝/血凝抑制(HA/HI)试验、酶联免疫吸附(ELISA)试验不同,微量的核酸污染即可严重影响试验结果的准确性。在设计分子生物学实验室时,必须按照分子生物学试验的具体要求,将实验室严格分隔成试剂配制区、核酸提取区、核酸扩增区、PCR产物分析区等完全独立的功能室,做到对互不相容活动的相邻试验区域形成真正有效的隔离(图1),防止交叉污染的发生。

  规范系统设置
  (1)有条件的实验室应尽可能将核酸提取区、核酸扩增区改造成可控气流和各区域内外压差的负压实验室,使气流形成由试剂配制区→核酸提取区→核酸扩增区→产物分析区的定向流动,避免扩增室里的核酸气溶胶回流到样品提取区,这样可以有效保护实验室环境。一级、二级生物安全实验室对于缓冲间没有特殊要求,但规定需要时,可以做负压设计。
  (2)试验人员进入各个操作区域后,要严格单向移动,即试剂配制区→样品提取区→核酸扩增区→产物分析区,不得逆行。
  (3)各个实验区域里的仪器设备应有明显标识,避免不同工作区域内仪器设备和物品的混用。
  监测PCR污染
  在检测过程中,可设置试验对照,如阳性对照、阴性对照(包括阴性样本对照和试剂空白对照)。为保证试验的准确性,可将阴、阳性对照设置两个重复,选择不同序列引物进行PCR扩增和重复试验等。
  添加必要的仪器设备
  实验室应配备满足检测需求(包括抽样、物品制备、数据处理与分析)的设备和设施,高通量的检测设备尽量做到一用一备。
  做好试验前准备
  试剂分装。对PCR扩增体系所需要的试剂,提前分装成小包装存放,分装时选择无核酸酶、无污染的耗材,以及用DEPC(diethyl pyrocarbonate,焦碳酸二乙酯)处理过并经高温高压灭菌的纯水;尽量选择在无扩增产物区的生物安全柜内配制和分装,分装好后应标明分装时间,以便发生污染时查找原因。
  耗材选择。有条件的实验室建议使用带滤芯的加长枪头,防止因移液器污染而带来的风险。
  加强实验室通风、消毒
  通风。不具备负压条件的实验室,要设置纱门、纱窗,定期通风换气。ASFV是有囊膜的双股DNA病毒,其基因组特征决定了该病毒对环境抵抗力较强,相对于RNA病毒更不易被降解,所以开展ASFV检测的实验室尤其要注意通风换气,减少可能存在的病毒核酸气溶胶污染。
  消毒。通过消毒消除可能存在于实验台、仪器设备、物品等表面的残留核酸。ASFV对环境抵抗力较强,在冻肉中可以长期存活,在肉干和脂肪中可存活将近1年,在血、腌肉和猪下水中存活超过3个月,在粪便中存活超过1周。在尸体腐败过程中,ASFV在数周内仍然保持感染力。所以,开展ASFV检测的实验室要加强检测前后的消毒工作。根据联合国粮食及农业组织(Food and Agriculture Organization,FAO)和美国动物健康协会推荐,结合实验室实际使用经验,推荐用于ASF试验活动的消毒剂包括0.8%氢氧化钠、含2.3%有效氯的次氯酸盐、3%邻苯基苯酚、3%碘化合物,均为作用处理30 min。配制好的消毒剂,应保存在带盖的塑料容器中,并在使用后确保盖子拧紧。每次试验前后用消毒液擦拭工作台面以及可能接触到核酸的冰箱、门、窗等把手处,用75%乙醇擦拭仪器设备,再用紫外线照射整个实验区域不少于30 min。试验结束后产生的废弃枪头、EP管等废弃物应置于消毒液中浸泡12 h以上,废弃物装入专门的生物安全袋中,经高压灭菌等方式进行无害化处理,避免污染环境。
  正确规范操作
  (1)从事PCR试验的检测人员,必须经培训合格后上岗,切实掌握PCR检测操作原理、方法和步骤,严格按照实验室建立的检测操作规程和作业指导书进行各项实验活动。在ASFV检测的样品制备阶段,样品须60 ℃水浴灭活处理不少于30 min,防止活病毒在实验室中造成污染和扩散。所有ASFV检测样品在灭活之前以及所有操作步骤必须在生物安全柜或者负压实验室进行处理,处理完毕之后,对操作台面和房间进行彻底消毒。
  (2)人员进入不同区域,须穿戴各区域专用的工作服、手套、口罩、帽子,切忌从PCR扩增室里穿着工作服,戴着手套和帽字回流到样品准备室。发现手套有污染时,应立即更换手套,完成试验离开工作场所时,要脱掉手套、更换工作服。
  (3)取样、加液(样本、反应体系成分等)时,应先通过瞬时离心等方式,使管盖上液体完全沉于管底;开管动作要轻,以防管内液体溅出或产生气溶胶污染环境。
  (4)PCR反应体系配制好后,应加入核酸模板,然后盖紧反应管。PCR扩增完成后,尽量减少打开密封反应体系的次数,如必须打开,应在独立专用区域内。
  (5)禁止把PCR产物带到配制PCR体系的区域内,同时禁止在配制PCR反应体系的区域内,操作含核酸或质粒的溶液。
  严格实验室管理
  (1)加强兽医实验室体系建设,制订科学、合理的PCR检测实验相关制度文件、程序文件、作业指导书以及试验记录表单等,相关内容一定要具备科学性、指导性,并且可操作性强,以便实验室人员随时查阅及操作。
  (2)加强实验室人员培训,真正做到对其试验行为的监督和监控,按照实验室质量体系要求,从“人、机、料、法、环、测”几个方面,实现对新进人员初始能力的“监督”和在岗人员工作能力的持续“监控”。
  (3)充分利用实验室人员比对、仪器比对、盲样测试和留样再测等形式,不断提高PCR检测能力和操作熟练程度,保证试验结果的准确性和可靠性。
  充分发挥省级实验室的确诊、培训、指导和督导作用省级实验室作为被授权可确诊ASF的实验室,其人员、环境条件、仪器设备、体系建设、技术能力与水平等方面条件大多明显优于市、县及第三方检测机构实验室,因此在做好ASF确诊工作的同时,要发挥其各方面的优势,加强对市、县及第三方检测机构实验室的培训、指导和督导,必要时开展现场巡查,确保所有开展ASFV检测实验室检测结果的准确可靠。
  结语
  目前,用于ASF检测的主要方法是荧光PCR,与其他检测方法比较,该方法灵敏性高、特异性强,便于快速检测,被广泛应用于ASF诊断和监测工作中。由于市、县以及部分第三方兽医实验室过去较少使用荧光PCR等分子生物学方法开展大规模病原学检测,还须进一步加强培训和实际操作,使其进一步熟练掌握该检测方法,让该方法在ASF防控工作中发挥应有的关键作用。

 

文章来源:中国动物检疫 ,作者陈昌海等     文章编辑:一米优讯     
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